Ein Schweinemodell der postoperativen Hemisphäre

Wissenschaftliche Berichte Band 13, Artikelnummer: 12628 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Eine einseitige Schädigung des N. phrenicus ist eine gefürchtete Komplikation bei angeborenen Herzoperationen. Es hat schädliche Auswirkungen auf Neugeborene und Kinder mit univentrikulärem Kreislauf. Eine Zwerchfellparese, die durch eine Schädigung des Nervus phrenicus verursacht wird, beeinträchtigt die Atemfunktion, insbesondere bei Neugeborenen, da ihre Atmung von Zwerchfellkontraktionen abhängt. Darüber hinaus sind Fontan-Patienten mit passiver Lungenperfusion ernsthaft von einer Verletzung des Nervus phrenicus betroffen, da die Kontraktion des Zwerchfells die Lungendurchblutung steigert. Die Zwerchfellfaltung wird derzeit eingesetzt, um die negativen Auswirkungen einer Zwerchfellparese auf die Lungenperfusion und die Atemmechanik zu lindern. Dieses Verfahren schwächt die Lungenkompression durch den Bauchinhalt ab. Allerdings kommt es zu keiner Kontraktion des plisierten Zwerchfells und somit zu keinem Beitrag zur Lungendurchblutung. Daher haben wir ein Schweinemodell der einseitigen Zwerchfellparese entwickelt, um einen Zwerchfellschrittmacher zu bewerten. Unsere illustrierte Schritt-für-Schritt-Beschreibung der Modellgenerierung ermöglicht es anderen, unser Modell zu replizieren und für zukünftige Studien zu verwenden. Dadurch könnte es dazu beitragen, mögliche Verbesserungen für diese Patienten zu untersuchen und voranzutreiben.

Eine einseitige Zwerchfellparese und die daraus resultierende Hemi-Zwerchfell-Parese waren1 und sind noch immer2 keine ungewöhnliche Komplikation bei pädiatrischen Herzoperationen. Eine einseitige hemidiaphragmatische Lähmung führt zu einer erhöhten Mortalität, Morbidität, Tracheotomieraten und längerer mechanischer Beatmung2. Während einige einen konservativen Ansatz bevorzugten3, entschieden sich andere für eine frühe Zwerchfellplikation4. Eine vergleichende Bewertung beider Ansätze zeigte jedoch ähnliche Erfolgsraten: 60 % der betroffenen Patienten verbesserten sich5. Kaufman und Mitarbeiter führten auch eine Rekonstruktion des Nervus phrenicus durch Neurolyse und Transplantation des Nervus suralis bei Erwachsenen durch6, dieser Ansatz blieb jedoch verstreut und Größenbeschränkungen schließen eine Übertragung auf pädiatrische Patienten aus. Die Phrenicusparese ist in zwei Subpopulationen in der angeborenen Herzchirurgie von besonderer Relevanz.

Die erste Gruppe besteht aus Kindern mit Fontan-Kreislauf: Bei diesen Patienten stellt sich der pulmonale Blutfluss ohne unterstützenden Ventrikel ein. Der erhöhte zentralvenöse Druck aktiviert den pulmonalen Blutfluss, unterstützt durch die Saugwirkung des Zwerchfells während der Inspiration. Daher hängt der pulmonale Blutfluss von der Zwerchfellfunktion bei Fontan-Patienten ab, die stark von einer Zwerchfellparese betroffen sind7. Neugeborene, die sich einer Herzoperation unterziehen, stellen die zweite Gruppe dar und leiden im Vergleich zu älteren Kindern häufiger an einer Zwerchfellparese8, da die Atemmechanik des Neugeborenen weitgehend von der Zwerchfellfunktion abhängt9.

Derzeit sind die verfügbaren Systeme zur Zwerchfellstimulation für den bilateralen Einsatz entwickelt, beispielsweise nach einem schweren Zervixtrauma10, einem angeborenen zentralen Hypoventilationssyndrom11 und amyotropher Lateralsklerose12. Im klinischen Umfeld einer einseitigen Verletzung des Nervus phrenicus bleibt die Herausforderung die Stimulation des betroffenen Hemidorphragmas. Ein Pacing-System im Sinne eines geschlossenen Regelkreises gibt es für diesen Fall derzeit nicht. Um die präklinische Erprobung eines vollständig implantierbaren und getriggerten einseitigen Zwerchfellschrittmachers zu erleichtern, wollten wir ein präklinisches Großtiermodell der postoperativen Hemi-Zwerchfellparese entwickeln.

Die Schweine wurden in Rückenlage auf den Operationstisch gelegt (Abb. 1c). Nach standardmäßiger steriler Abdeckung wurde die Haut (Abb. 2a) mit einer Klinge vom Typ 10 scharf eingeschnitten. Das darunter liegende Gewebe wurde mit einem monopolaren Messer (Erbe, Tübingen, Deutschland) abgeschnitten, bis das Brustbein freigelegt wurde (Abb. 2b). Es wurde über eine mediane Sternotomie mit einer oszillierenden Knochensäge (518.01, Synthes, Bochum, Deutschland) geöffnet (Abb. 2c), um eine Freilegung beider Hemi-Zwerchfelle zu erreichen (Abb. 2d). Nach horizontaler Pleuraöffnung und Lungenverlagerung durch feuchte Gaze wurde ein Beschleunigungssensorschaltkreis (Fraunhofer IBMT, Institut für Biomedizinische Technik, Sulzbach, Deutschland) (Abb. 3a) am kranialsten Punkt des linken Hemi-Zwerchfells positioniert (Abb. 3b). ). Wir befestigten den Beschleunigungsmesser mit vier einzelnen Nähten an seinen Rändern mit 5-0-Polypropylen-Nähten (Prolene, Ethicon, Nordersted, Deutschland) [Abb. 3c]. Für Elektromyogramm-Aufzeichnungen wurden zwei Hakenelektroden (Osypka, Rheinfelden, Deutschland) [Abb. 3d] wurden 10 mm vom Beschleunigungsmesser entfernt platziert. Die Position der Hakenelektroden befand sich so nah wie möglich an der seitlichen Brustwand (Abb. 3e), wo wir sie mit einem U-Naht aus 5–0-Polypropylen (Prolene, Ethicon, Norderstedt) für jede Elektrode am Zwerchfell befestigten ( Abb. 3f). Nachdem das linke Hemidiaphragma vollständig instrumentiert war, wurden die Leitungen des Beschleunigungsmessers und der Hakenelektroden mit einzelnen Stichen unter Verwendung von Polyesterfasernähten der Größe 0 (Mersilene, Ethicon, Norderstedt, Deutschland) direkt seitlich der Sternotomie an der Haut befestigt [Abb. 4a].

Schweine und der Versuchsaufbau. (a) Ein repräsentatives Schwein in seiner Box, das teilweise unter der Wärmelampe liegt, mit etwas Spielmaterial im Hintergrund. (b) Unser Operationssaal mit seiner vollständigen Ausstattung ohne Schweine und ohne Echo. (c) Der vollständige Aufbau für unser Experiment vor der Vorbereitung und Anwendung der Operationstücher am Schwein.

Zugang zum Herzen bekommen. Die Ausrichtung ist in allen Bildern gleich: Die rostrale Richtung befindet sich unten und die kaudale Richtung oben im Bild. (a) Präoperative Situation nach vollständiger Abdeckung des Schweins. (b) Hautschnitt mittels Klinge und monopolare Präparation des Unterhautgewebes bis zur Freilegung des Brustbeins. (c) Mediane Sternotomie mit einer oszillierenden Knochensäge. (d) Vollständige Freilegung des Herzens von der Basis bis zur Spitze und bilateraler Zugang zu beiden Hemi-Zwerchfellen. ♥ bezeichnet das Herz. ▲ bezeichnet das Brustbein. ● Bezeichnen Sie das Perikard. ⌂ bezeichnet die Thymusdrüse.

Instrumentierung des linken Hemi-Zwerchfells. Die Ausrichtung ist in allen Bildern gleich: Die rostrale Richtung befindet sich unten und die kaudale Richtung oben im Bild. ♥ bezeichnet das Herz. ▲ bezeichnet das Brustbein. ● Bezeichnen Sie das Perikard. ■ bezeichnet die Membran. ♦ bezeichnet die Lunge. ⌂ bezeichnet die Thymusdrüse. (a) Detaillierte Darstellung des im Experiment verwendeten Beschleunigungsmessers. (b) Positionierung des Beschleunigungsmessers am kranialsten Punkt des linken Hemi-Zwerchfells des Schweins. (c) Befestigung des Beschleunigungsmessers an der Membran durch vier einfache Stiche an den Kanten des Beschleunigungsmessers. (d) Detaillierte Darstellung der Hakenelektroden, die für Elektromyogramm-Messungen verwendet werden. (e) Implantation der Hakenelektroden in das linke Hemi-Zwerchfell. (f) Positionierung der Hakenelektroden möglichst seitlich und nah an der Brustwand mit 10 mm Abstand zwischen den Polen.

Instrumentierung des rechten Hemi-Zwerchfells. Die Ausrichtung ist in allen Bildern gleich: Die rostrale Richtung befindet sich unten und die kaudale Richtung oben im Bild, mit Ausnahme von Bild (a), in dem sich die kaudale Richtung oben rechts und die rostrale Richtung unten links im Bild befindet. ♥ bezeichnet das Herz. ▲ bezeichnet das Brustbein. ● Bezeichnen Sie das Perikard. ■ bezeichnet die Membran. ♦ bezeichnet die Lunge. ⌂ bezeichnet die Thymusdrüse. (a) Fixierung der Kabel an der Haut direkt neben der Sternotomiewunde mit einfachen Nähten. (b) Implantation eines Beschleunigungsmessers am kranialsten Punkt des rechten Hemi-Zwerchfells. (c) Befestigung des Beschleunigungsmessers an der rechten Hemimembran durch einfache Nähte an den Rändern des Beschleunigungsmessers. (d) Detaillierte Darstellung der Hakenelektroden, die zur Zwerchfellstimulation verwendet werden. (e) Implantation der Schrittmacherelektroden direkt neben der Einführung des Nervus phrenicus in das Zwerchfell. (f) Fixierung der Kabel der implantierten Geräte auf der Haut. Beachten Sie den Abstand von ca. 10 mm zwischen den Polen der Schrittmacherelektroden.

Die gleichen Schritte wurden am rechten Hemi-Zwerchfell des Schweins wiederholt: Ein Beschleunigungsmesser wurde auch am kranialsten Punkt des rechten Hemi-Zwerchfells positioniert (Abb. 4b). Der Beschleunigungsmesser wurde daran befestigt, wobei wiederum vier Einzelstiche an den Rändern mit 5–0-Polypropylen-Nähten durchgeführt wurden (Abb. 4c). Anschließend werden zwei temporäre Myokardstimulationselektroden (Osypka, Rheinfelden, Deutschland) [Abb. 4d] wurden an das rechte Hemidiaphragma genäht. Die Stimulationselektroden wurden neben dem Einstichpunkt des rechten Zwerchfellnervs lokalisiert (Abb. 4e), wobei U-Stiche eines Polypropylen-6-0-Nahtmaterials mit einem Abstand von 10 mm zwischen den Elektrodenpaaren verwendet wurden. Die Hakenelektroden wurden ähnlich wie im linken Hemi-Zwerchfell positioniert: So lateral wie möglich und nahe an der Brustwand mit einem Abstand von 10 mm zwischen den Polen. Die Elektroden wurden auf ähnliche Weise ebenfalls mit U-Nähten aus einem 6-0-Polypropylen-Nahtmaterial befestigt. Alle Leitungen der Schrittmacherelektroden und des Beschleunigungsmessers wurden mit einzelnen Stichen einer Polyesterfasernaht der Größe 0 an der Haut nahe der Sternotomiewunde befestigt (Abb. 4f).

Eine Silikon-Manschettenelektrode zur bipolaren Neurostimulation (Fraunhofer IBMT, Institut für Biomedizinische Technik, Sulzbach, Deutschland) (Abb. 5a) wurde am rechten Zwerchfellnerv positioniert: Zwei 3-0-Seidenstiche im Perikard wurden zur Retraktion verwendet Herz nach links, wodurch der Raum zwischen der medialen Oberfläche der rechten Lunge und dem rechten Umfang des Herzens freigelegt wird (Abb. 5b). Dies ermöglichte die Identifizierung des rechten Nervus phrenicus auf Höhe der unteren Hohlvene (Abb. 5c, f). Eine begrenzte Neurolyse von etwa 20 mm wurde durch scharfe Dissektion durchgeführt, wobei darauf geachtet wurde, weder den Nervus phrenicus noch seine Ernährungsgefäße zu verletzen (Abb. 5d). Nach der endgültigen Positionierung der Stimulationselektrode am rechten Zwerchfellnerv (Abb. 5e, f) wurden ihre Linien mit einzelnen Stichen einer Polyesterfasernaht der Größe 0 an der Haut befestigt.

Instrumentierung des rechten Zwerchfellnervs. Die Ausrichtung unterscheidet sich von den vorherigen Abbildungen: In den Tafeln (a) und (b) ist die rostrale Richtung oben links und die kaudale Richtung unten rechts im Bild. In den Tafeln (d) und (e) befindet sich die rostrale Richtung oben und die kaudale Richtung unten im Bild. In den Tafeln (c) und (f) befindet sich die rostrale Richtung unten und die kaudale Richtung oben im Bild. ♥ bezeichnet das Herz. ▲ bezeichnet das Brustbein. ● Bezeichnen Sie das Perikard. ■ bezeichnet die Membran. ♦ bezeichnet die Lunge. ← bezeichnet den Nervus phrenicus. → bezeichnet den Vagusnerv. ▌ bezeichnet die Speiseröhre. ∫ bezeichnet die Vena cava inferior. ∞ bezeichnet die Azygos-Ader. ⌂ bezeichnet die Thymusdrüse. (a) Detaillierte Darstellung der Silikon-Manschettenelektrode zur bipolaren Neurostimulation des Nervus phrenicus. (b) Die rechte Pleura wurde eröffnet und der N. phrenicus entlang seines Verlaufs identifiziert. (c) Die vorgesehene Position der Neurostimulationselektrode entlang des Nervus phrenicus auf Höhe der unteren Hohlvene. (d) Erhöhte Freilegung des rechten Zwerchfellnervs nach einer begrenzten scharfen Neurolyse, um die Platzierung der Neurostimulatorelektrode zu ermöglichen. (e) Endgültige Einrichtung mit allen implantierten Geräten. (f) Detaillierte Darstellung der Neurostimulatorelektrode am Nervus phrenicus.

Um eine erneute Expansion der Lunge nach der Thoraxinstrumentierung sicherzustellen (Abb. 6), wurde der endexspiratorische Druck vorübergehend für 15 Minuten auf 10 Hektopascal erhöht. Die Stimulation des rechten Hemi-Zwerchfells kann über die Stimulationselektroden am Zwerchfell oder über die Nervenelektrode erfolgen. Dies ermöglicht die Identifizierung verschiedener Erkennungsschwellen vor und nach der Durchtrennung des rechten Zwerchfellnervs. Die rechte Zwerchfellstimulation könnte durch das Elektromyogramm der intakten linken Zwerchfellhälfte ausgelöst werden. Dies ermöglicht eine synchronisierte einseitige Zwerchfellstimulation durch das nichtparetische Hemi-Zwerchfell.

Draufsichtdarstellung des Versuchsaufbaus mit allen daran befestigten implantierten Geräten. Die Ausrichtung der Probe entspricht dem Betrachtungspunkt.

Der Erfolg der Durchtrennung des rechten Zwerchfellnervs wurde anhand der Ergebnisse des Elektromyogramms beurteilt. Vor der Durchtrennung arbeiteten beide Hemi-Diaphragmen parallel (Abb. 7a). Nach der Durchtrennung des rechten Zwerchfellnervs konnte nur noch Muskelaktivität im linken Hemi-Zwerchfell beobachtet werden, wohingegen im rechten Hemi-Zwerchfell keine Muskelaktivität mehr zu beobachten war (Abb. 7b). Wir haben auch die Parese des rechten Hemi-Zwerchfells mittels Fluoroskopie sichtbar gemacht, was die Parese bei Spontanatmung zeigte (Zusatzvideo). Eine erfolgreiche Stimulation konnte mithilfe von Ultraschall als einer anderen Beurteilungsmethode nachgewiesen werden: Während des Inspirationszyklus des Beatmungsgeräts kam es zu einer minimalen passiven Bewegung des rechten Hemi-Zwerchfells (Abb. 8a). Nach der externen Stimulation am rechten Zwerchfellnerv kam es zu einer erheblichen Bewegung des rechten Hemi-Zwerchfells, was auf eine erfolgreiche externe Stimulation hindeutet (Abb. 8b).

Elektromyographie-Messungen bestätigten eine einseitige Zwerchfellhemiparese und den Erfolg der externen Stimulation. Die obere Kurve in beiden Feldern stellt das linke Hemi-Zwerchfell dar und die untere Kurve in beiden Feldern stellt das rechte Hemi-Zwerchfell dar. Es wurde ein 100-Hz-Hochpassfilter verwendet. (a) Die Zwerchfellnerven beider Hemi-Zwerchfelle arbeiten parallel und beide Hemi-Zwerchfelle zeigen parallele Muskelaktivität, wie durch die Elektromyographie-Messwerte dargestellt. (b) Nach der Durchtrennung des rechten Zwerchfellnervs zeigt das Elektromyogramm des rechten Hemi-Zwerchfells keine Muskelaktivität, während das linke Hemi-Zwerchfell die gleiche Aktivität wie zuvor zeigt.

Ultraschalluntersuchung des von außen stimulierten rechten Nervus phrenicus. (a) Minimale Zwerchfellauslenkung ohne Stimulation während des Inspirationszyklus des Beatmungsgeräts. (b) Regelmäßige Zwerchfellauslenkung nach äußerer Stimulation des Nervs mit einem Reiz von 0,5 mA.

Die Schweine wurden nach Abschluss der Experimente eingeschläfert. Histologische Veränderungen des Zwerchfells aufgrund der direkten Stimulation wurden weder im Querschnitt (Abb. 9a–c) noch in der Längsansicht (Abb. 9d–f) beobachtet, wie der Vergleich mit einem unberührten Zwerchfell zeigte (Abb. 9g–i).

Histologische Analysen ergaben keine Schädigung des Zwerchfells. Alle Tafeln stellen eine 10-fache Vergrößerung dar. Die Felder (a–c) stellen eine Querschnittsansicht des stimulierten Zwerchfells dar. Die Felder (d–f) stellen eine Längsansicht des stimulierten Zwerchfells dar. Die Felder (g–i) stellen die Querschnittsansicht eines gesunden Zwerchfells dar und zeigen keinen Unterschied zum stimulierten Zwerchfell. In den Tafeln (a), (d), (g) wurde eine Hämatoxylin-Eosin-Färbung verwendet, in den Tafeln (b), (e), (h) wurde eine Elastica-van Gieson-Färbung verwendet und in den Tafeln (c), (f ), (i) Massons Trichrom-Färbung wurde verwendet.

Schweine sind seit den 1980er Jahren das Modell der Wahl bei der Untersuchung der Auswirkungen der Zwerchfellparese, allerdings mit unterschiedlicher Intensität13,14,15,16,17. In jüngster Zeit hat das Forschungsinteresse an diesem Thema wieder an Boden gewonnen: Ein Modell der einseitigen Schädigung des Nervus phrenicus durch thorakoskopische Ligation wurde bei Landrassenschweinen entwickelt18. Darüber hinaus wurde die Atmungsphysiologie der Hemi-Zwerchfellparese bei Mischlingsschweinen aus Norwegen und Yorkshire untersucht19. Dies stützt die Annahme, dass das Schwein ein akzeptiertes Modell für die vorklinische Forschung zur Zwerchfelldysfunktion ist. Obwohl es kein perfektes Tiermodell gibt, das den menschlichen Zustand widerspiegelt20, kann man versuchen, aussagekräftige Ergebnisse zu erzielen, indem man der menschlichen Anatomie und Physiologie so nahe wie möglich kommt21. Schweine haben insbesondere in den ersten Lebenstagen ähnliche physiologische Eigenschaften wie Menschen22, was sie zum beliebtesten Tiermodell für Kinderkrankheiten machte23. Es hat sich gezeigt, dass das Gewicht der Brust- und Bauchorgane von Schweinen dem von Säuglingen ähneln kann20. Dies unterstützt auch den Einsatz von Schweinen zur Modellierung einer Zwerchfellfunktionsstörung nach einer Herzoperation.

Neben mehreren anderen Faktoren wurde festgestellt, dass sich Wortzahlgrenzen negativ auf die Reproduzierbarkeit auswirken, da Wortzahlgrenzen erfordern, dass die Forschung in der kürzestmöglichen Form zusammengefasst wird24. Eine systematische Überprüfung bewertete die Einhaltung der ARRIVE-Richtlinien in Berichten von Schweinemodellen: Sie fanden heraus, dass Haltungsbedingungen, Versuchsergebnisse und statistische Analysen oft schlecht berichtet wurden25. Eine detaillierte Berichterstattung ist nicht nur für die Replikation von entscheidender Bedeutung, sondern auch für andere Labore, die ein zuvor beschriebenes Modell verwenden möchten. Die Verwendung desselben Modells durch andere Gruppen würde aufgrund der erhöhten Heterogenität zu einer höheren Reproduzierbarkeit führen26. Infolgedessen gewannen Modellbeschreibungen in Fachzeitschriften27,28,29 und Generalisten30,31 an Bedeutung, um die Reproduzierbarkeit von Tierversuchen zu verbessern. Um zu diesem Ziel beizutragen, haben wir uns dafür entschieden, die Beschreibung und Konstruktion des Modells von der Verbreitung der Ergebnisse zu trennen. In der vorliegenden Form konnten wir vermeiden, Wortbeschränkungen oder Höchstzahlen von Ziffern zu unterliegen, die dazu führen würden, dass notwendige Details weggelassen würden. Die bebilderte Schritt-für-Schritt-Beschreibung ermöglicht die Nachbildung unseres Tiermodells durch andere Gruppen.

Im Vergleich zu bestehenden Modellen der Hemi-Zwerchfell-Parese18 bietet unser Modell den Vorteil, dass es so modifiziert werden kann, dass es alle Schritte einer Einzelventrikelzirkulation modellieren kann. Die Brustorgane waren bereits durch die Sternotomie freigelegt. Diese potenzielle Erweiterung ist von entscheidender Bedeutung, da bei diesen Kindern aufgrund wiederkehrender Operationen ein besonderes Risiko für eine Phrenicusparese besteht32,33. Darüber hinaus sind Kinder mit einzelnen Ventrikeln stärker von einer Hemi-Zwerchfellparese betroffen, da sie zu einer leistungsschwachen Fontan-Zirkulation führt34, die anschließend zu einem Versagen der Fontan-Zirkulation führen kann35. Dies unterstreicht die Bedeutung eines gut dokumentierten, erweiterbaren und reproduzierbaren Modells der Hemi-Zwerchfellparese zur Bewertung dringend benötigter potenzieller neuer Behandlungen. Durch die Schritt-für-Schritt-Beschreibung mit begleitender detaillierter fotografischer Darstellung aller Schritte ermöglicht unser Bericht die Reproduktion der Modellgenerierung durch andere Gruppen. Dadurch kann das Modell für weitere Experimente anderer genutzt werden und hoffentlich langfristig dazu beitragen, die Versorgung dieser schwer betroffenen Kinder weiter zu verbessern.

Wir verwendeten fünf deutsche Landrassenschweine, vier männliche und eine weibliche, jeweils eine Versuchseinheit mit einem Gewicht von x̄̄ = 19,9 (95 %-Konfidenzintervall 16,85–22,95) kg. Es wurden fünf Tiere verwendet, da Monte-Carlo-Simulationen zeigten, dass fünf Tiere für eine Pilotstudie ausreichen sollten36. Die Schweine wurden von der Landwirtschaftsschule der Rheinischen Friedrich-Wilhelms-Universität Bonn, Bonn, Deutschland, selbst geliefert. Die Schweine hatten einen konventionellen mikrobiologischen Status und hatten in unserer Einrichtung eine Akklimatisierungszeit von drei Tagen. Die Temperatur wurde zwischen 16 und 18 °C bei einer relativen Luftfeuchtigkeit zwischen 50 und 60 % reguliert. Die Luft innerhalb der Anlage wurde mindestens 8 Mal pro Stunde ausgetauscht. Die Schweine wurden allein in ihrer 4 bis 6 Quadratmeter großen Box gehalten, die mit Ketten, Bällen und zusätzlichem Spielmaterial ausgestattet war (Abb. 1a). Zur aktiven Erwärmung in den Ruhephasen stand dem Schwein jederzeit eine Infrarot-Heizlampe zur Verfügung. Wir verwendeten Dunkel-Hell-Zyklen von zwölf Stunden mit künstlicher Beleuchtung zwischen 7 und 19 Uhr. Trinkwasser wurde nach Belieben bereitgestellt und die Schweine erhielten normales Futter (Altromin 9023, Altromin Spezialfutter, Lage, Deutschland).

Die Schweine hatten vor der Operation eine zwölfstündige Fastenperiode durchlaufen. Die Experimente begannen am Morgen und alle zwei Wochen wurde nur ein Schwein operiert, um die Experimente klar in unabhängige Mini-Experimente zu unterteilen37. Die Prämedikation bestand aus intramuskulär verabreichtem Ketamin (20 mg/kg) [WDT, Garbsen, Deutschland] in Kombination mit Azaperon (2 mg/kg) [Richter Pharma, Wels, Österreich] und Atropin (0,02 mg/kg) [B.Braun, Melsungen, Deutschland]. Nachdem eine ausreichende Sedierung erreicht war, wurde ein venöser Zugang mit einem Jelco®-Katheter mit 1,1 mm Außendurchmesser (Smith Medical, Grasbrunn, Deutschland) in einer der Ohrvenen angelegt. Die Anästhesieeinleitung bestand aus Piritramid (0,5 mg/kg) [Hameln Pharma, Hameln, Deutschland] und Propofol (10 mg/kg) [CP Pharma, Burgdorf, Deutschland]. Auf eine Muskelentspannung wurde verzichtet, um das Risiko einer malignen Hyperthermie zu verringern. Wir sicherten die Atemwege durch endotracheale Intubation mit einem geraden Miller-Spatel der Größe 4 mit einem gebogenen Endotrachealtubus mit 5,0 mm Innendurchmesser (Avanos, Hamburg, Deutschland). Für die invasive Beatmung verwendeten wir einen Servo-i (Maquet, Rastatt, Deutschland) mit synchronisierter intermittierender mandatorischer Beatmung mit einer Frequenz von etwa 15 pro Minute, einem Inspirationsdruck von 15 cmH2O und einem positiven endexspiratorischen Druck von 5 cmH2O. Die Vollnarkose wurde durch kontinuierliche intravenöse Infusion von Propofol (1–5 mg/kg) über einen Perfusor®Space (B.Braun, Melsungen, Deutschland) in Kombination mit wiederholten Dosen Piritramid (0,2–0,5 mg/kg) und gelegentlicher Ergänzung aufrechterhalten Einzeldosen Ketamin (5–10 mg/kg) oder Midazolam (0,5 mg/kg) [B.Braun, Melsungen, Deutschland]. Wir überwachten die Tiefe der totalen intravenösen Anästhesie mit dem Narcotrend-System über einen CompactM-Monitor für den intraoperativen Einsatz (Narcotrend, Hannover, Deutschland). Nadelelektroden (Neuroline Twisted Pair Subdermal, 12 × 0,4 mm, Ambu, Ballerup, Dänemark) wurden gemäß den Anweisungen des Herstellers an den Standardpositionen platziert. Während des Eingriffs wurde bei Schweinen das elektroenzephalographische Kugler-Stadion38 D0 festgestellt. Dieses Stadium entspricht einer Vollnarkose.

Die Vitalfunktionen der Schweine wurden mit einem Infinitiy C500-Monitor (Dräger, Lübeck, Deutschland) für Elektrokardiogramm, Pulsoximetrie und invasiven Blutdruck überwacht. Für die Kapnometrie verwendeten wir Datex-Ohmeda S/5 (Datex-Ohmeda, Duisburg, Deutschland) (Abb. 1b). Wir führten einen arteriellen Zugang (2,7 French Leadercath, Vygon, Aachen, Deutschland) in die rechte Oberschenkelarterie zur kontinuierlichen Blutdrucküberwachung und einen dreilumigen Mittelkatheter (5,5 French, Teleflex, Fellbach, Deutschland) in die rechte Oberschenkelvene ein (Abb . 1c). Arterielle Blutgasanalysen wurden in einem RapidPoint® 500-Gerät (Siemens Healthineers, Erlangen, Deutschland) analysiert. Wir platzierten außerdem einen 10-Charrière-Transurethralkatheter mit integriertem Thermistor (Asid Bonz, Herrenberg, Deutschland), um die Urinausscheidung und die intravesikale Temperatur zu überwachen. Die Temperatur wurde auch mit einer 9 French-Ösophagussonde (Smiths Medical, Grasbrunn, Deutschland) gemessen. Wartungsflüssigkeiten wurden mit einer Rate von x̄ = 316,49 ml/h (95 %-Konfidenzintervall: 158,59–474,39) unter Verwendung von Ionosteril 1/1 (Fresenius Kabi, Bad Homburg, Deutschland) infundiert.

Die Zwerchfellexkursion wurde mithilfe von Ultraschall in einer Subxiphoidebene mit M-Modus unter Verwendung eines Philips HD 15 (Philips, Amsterdam, Niederlande) und eines S5–2,5-MHz-Sektor-Array-Wandlers beurteilt.

Am Ende des Experiments wurden Schweine mit T61® (Tetracain/Mebezonium/Embutramid) [Intervet, München, Deutschland] in einer Dosis von 0,5 ml/kg eingeschläfert. Das Zwerchfell wurde explantiert und 1 × 1 × 0,3 cm große Gewebestücke des Zwerchfells wurden auf Korkplatten gespannt, in 4 % (pH 6,9) gepufferte Formaldehydlösung (Sigma Aldrich, Darmstadt, Deutschland) getaucht und für 12–24 Stunden bei Raum fixiert Temperatur. Wir haben von jeder Probe einen Längs- und einen Querschnitt geschnitten, die Proben in aufsteigenden Alkoholkonzentrationen dehydriert und sie in Tissue-Tek III-Paraffinwachs (Sakura Finetek, Alphen aan de Rhijn, Niederlande) eingebettet. Es wurden Schnitte mit einer Dicke von 3 µm geschnitten und gemäß unseren Routineprotokollen mit Hämatoxylin-Eosin und Elastica-van-Gieson (Medite Tissue Stainer, Medite, Burgdorf, Deutschland) gefärbt. Darüber hinaus wurde für jede Probe eine Masson-Trichrom-Färbung gemäß dem Protokoll des Herstellers (Avantor, VWR, Darmstadt, Deutschland) durchgeführt. Bilder von Objektträgern wurden mit dem pathoZoom-Kamerasystem (Smart in Media AG, Köln, Deutschland) aufgenommen, das an ein Leica DM 2500-Mikroskop (Leica, Wetzlar, Deutschland) angeschlossen war.

Die Versuche wurden in Übereinstimmung mit dem deutschen Tierschutzgesetz und seinen nachfolgenden Rechtsakten durchgeführt, die im Einklang mit der Konvention ETS 123 des Europarates stehen. Die zuständige Landesbehörde – Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen – genehmigte die Studie ( Genehmigung: 81-02.04.2020.A392). Unsere Studie entsprach den ARRIVE-Richtlinien 2.039.

Alle während dieser Studie generierten oder analysierten Daten sind in diesem veröffentlichten Artikel enthalten.

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The authors thank Anne-Sophie Kronberg, Jan Dauvergne, and Christoph Oetzmann von Sochaczewski for their invaluable technical assistance. The present study was supported by the kinderherzen Fördergemeinschaft Deutsche Kinderherzzentren e.V. (www.kinderherzen.de).

Open-Access-Förderung ermöglicht und organisiert durch Projekt DEAL.

Klinik für Kinderkardiologie, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, Deutschland

Tobias Kratz, Ulrike Herberg & Johannes Breuer

Fraunhofer IBMT, Institut für Biomedizinische Technik, Sulzbach, Deutschland

Roman Ruff

Institut für Pathologie, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, Deutschland

Marit Bernhardt

Klinik für Pädiatrie, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, Deutschland

David Katzer

Abteilung für Kinderkardiologie, Universitätsklinikum Aachen, Aachen, Deutschland

Ulrike Herberg

Klinik für Kinderherzchirurgie, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, Deutschland

Boulos Asfour & Benjamin Bierbach

Klinik für Chirurgie, Abteilung für Kinderchirurgie, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, Deutschland

Christina Oetzmann von Sochaczewski

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Studiendesign: TK, RR, UH, BA, JB, CO, BB Datenerfassung: TK, RR, DK, MB, CO, BB Schreiben: TK, CO, BB Kritische Überarbeitung: RR, DK, MB, UH, BA, JB Alle Autoren sind mit der Einreichung einverstanden. TK ist der Garant für die Arbeit.

Korrespondenz mit Christina Oetzmann von Sochaczewski.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Springer Nature bleibt neutral hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten.

Zusatzvideo 1.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Kratz, T., Ruff, R., Bernhardt, M. et al. Ein Schweinemodell einer postoperativen Hemi-Zwerchfellparese zur Beurteilung eines einseitigen Zwerchfellschrittmachers. Sci Rep 13, 12628 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-39468-w

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Eingegangen: 23. Januar 2023

Angenommen: 26. Juli 2023

Veröffentlicht: 03. August 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-39468-w

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Ein Schweinemodell der postoperativen Hemisphäre